今回のエントリーでは、Lablouge流のミニプレッププロトコールを紹介したいと思います。基本に忠実なプロトコールですが、各ステップにおいて、できるだけ効率的になるようにモディファイしてあります。
また、初心者の方でも実験できるように、可能な限り多くの注釈をつけたつもりです。
アルカリミニプレップのプロトコール
(培養スケール2mLの場合)
1. 大腸菌を培養したLB培養液を1.5 mLマイクロチューブに全量注ぎ、5,000 rpmで2 min遠心する。(遠心機の温度は室温でも4℃でも可)
2. 上清をデカンテーション(*1)もしくはアスピレーターで、できるだけ取り除く。(*2)
3. 大腸菌のペレットにSol 1を120 uL加え、ボルテックスで十分に懸濁する。
4. Sol 2を240 uL(Sol 1の倍量)加え、3~5回穏やかにチューブを上下に反転させて(この操作をインバートと呼ぶ)、混ぜる。
5. Sol 3を180 uL(Sol 1の1.5倍量)加え、数回インバートした後、軽くボルテックスする。
6. 15,000 rpm、4℃で5~10分間遠心する。
7. ピペットマンで上清を回収し、新しいマイクロチューブへ移す。
8. RNase (10mg/mL)を0.5~1 uL加えて軽くボルテックス。スピンダウン*した後、37 ℃で20 分インキュベートする。
9. フェノール/クロロホルム(通称フェノクロ)を300 uL加え、ボルテックスした後、15,000 rpm、室温で5 分遠心する。
10. 上清を新しいマイクロチューブに移し、イソプロパノール(常温で良い)を540 uL加えて数回インバートした後、15,000 rpm、4 ℃で10分遠心する。遠心後、デカント等によって上清を取り除く。
11. 70 %エタノールを800 uL加え、15,000 rpm、4 ℃で5分間遠心する。
12. 上清を取り除いたら、プラスミドDNAのペレットを軽く乾燥させる。
シークエンス用のプラスミドをプレップする際には、この後、ポリエチレングリコール(PEG)沈殿を行う(下記のPEG沈プロトコールを参照)
サブクローニング用等のプラスミドは13へ移行。
13. DNAのペレットを20~50 uLのTEに溶かす。
14. 吸光度測定、アガロースゲル電気泳動等を行い、プラスミドがきちんと取れたか確認したら、-20℃で凍結保存。
サブクローニングに使用するプラスミドを得るためならば、ここまででOK。
ポリエチレングリコール沈殿のプロトコール
(ステップ12からの続き)
1. 乾燥させたプラスミドを200 uLのTE or 滅菌MilliQ水に溶解させたら、13 % PEG/1.6 M NaClを200 uL加え、30~60 分間氷上で静置。
2. 4 ℃、15,000 rpmで20分間遠心し、上清を取り除く。
3. 70 % EtOHを600 uL加え、4 ℃、15,000 rpmで5分間遠心する。上清を取り除き、乾燥させる。
4. 20~50 uLのTEに溶解する。
5. 吸光度を測定、アガロースゲル電気泳動等を行った後、-20℃で保存する。
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プラスミドのプレパレーション その①
また、初心者の方でも実験できるように、可能な限り多くの注釈をつけたつもりです。
アルカリミニプレップのプロトコール
(培養スケール2mLの場合)
1. 大腸菌を培養したLB培養液を1.5 mLマイクロチューブに全量注ぎ、5,000 rpmで2 min遠心する。(遠心機の温度は室温でも4℃でも可)
2. 上清をデカンテーション(*1)もしくはアスピレーターで、できるだけ取り除く。(*2)
*1 ここでは、マイクロチューブを傾けて上清を取り除く操作を意味する。手首のスナップを効かせて、多少勢い良くチューブを振ってもよい。
*2 型質転換した大腸菌の培養上清は、必ずオートクレーブしてから廃棄すること。
培養後すぐにプレップが出来ない場合は、上清を取り除いた後、ペレットの状態で凍結保存する(-20℃)。この状態で数カ月は保存できる。
3. 大腸菌のペレットにSol 1を120 uL加え、ボルテックスで十分に懸濁する。
4. Sol 2を240 uL(Sol 1の倍量)加え、3~5回穏やかにチューブを上下に反転させて(この操作をインバートと呼ぶ)、混ぜる。
Sol2は強アルカリであるため、この状態で放置するとプラスミドが不可逆的に変性するおそれがある。そのため、Sol2を加えてインバートしたら、あまり時間をおかずに5へ移行すること。
5. Sol 3を180 uL(Sol 1の1.5倍量)加え、数回インバートした後、軽くボルテックスする。
この後、氷上で5分静置するプロトコールもあるが、省略可。
6. 15,000 rpm、4℃で5~10分間遠心する。
7. ピペットマンで上清を回収し、新しいマイクロチューブへ移す。
8. RNase (10mg/mL)を0.5~1 uL加えて軽くボルテックス。スピンダウン*した後、37 ℃で20 分インキュベートする。
*小型の卓上遠心機などで、ほんの数秒遠心して、チューブ内側の側面やフタについた内容物をチューブの底の方へ落とすこと。
9. フェノール/クロロホルム(通称フェノクロ)を300 uL加え、ボルテックスした後、15,000 rpm、室温で5 分遠心する。
この時のボルテックスは最高強度の振動で30-45秒間くらい。
ここで使用しているフェノクロは平衡化したフェノールに同量のクロロホルムを加えてたものを指す。(50 mLの遠心用チューブを容器にして調整するとよい。)
フェノクロの代わりに、フェノクロにイソアミルアルコールを加えたものを使用してもよい。この場合、フェノール:クロロホルム:イソアミルアルコール=25:24:1の比率で混合したものを使用する。
フェノクロを調整する際には、平衡化したフェノールの水層を少量入れると、酸化防止になる。また、フェノールとクロロホルムを混合した後は、有機層と水層をしっかりと分離するために4℃でオーバーナイト静置する。(混合後、すぐに使用したい場合は室温、1000-3,000 rpm で10分程度遠心する。)また、調整後は遮光のためにアルミホイルでくるみ、4℃で保存する。
10. 上清を新しいマイクロチューブに移し、イソプロパノール(常温で良い)を540 uL加えて数回インバートした後、15,000 rpm、4 ℃で10分遠心する。遠心後、デカント等によって上清を取り除く。
11. 70 %エタノールを800 uL加え、15,000 rpm、4 ℃で5分間遠心する。
12. 上清を取り除いたら、プラスミドDNAのペレットを軽く乾燥させる。
脱気しながら遠心乾燥させても良いし、室温で自然乾燥させても良い。自然乾燥させる場合は、マイクロチューブのフタを開けた状態で逆さまにし、キムタオルの上に置いておく。もしくはマイクロチューブをラックにセットしてからフタをあけ、台所用のラップをふわりとかぶせて10-30分程度放置してもよい。
DNAのペレットはカラカラになるまで乾燥させる必要はない。
シークエンス用のプラスミドをプレップする際には、この後、ポリエチレングリコール(PEG)沈殿を行う(下記のPEG沈プロトコールを参照)
サブクローニング用等のプラスミドは13へ移行。
13. DNAのペレットを20~50 uLのTEに溶かす。
14. 吸光度測定、アガロースゲル電気泳動等を行い、プラスミドがきちんと取れたか確認したら、-20℃で凍結保存。
サブクローニングに使用するプラスミドを得るためならば、ここまででOK。
ポリエチレングリコール沈殿のプロトコール
(ステップ12からの続き)
1. 乾燥させたプラスミドを200 uLのTE or 滅菌MilliQ水に溶解させたら、13 % PEG/1.6 M NaClを200 uL加え、30~60 分間氷上で静置。
ここで使用するPEGの分子量は8000程度 (PEG 8000)のものを用いる。
2. 4 ℃、15,000 rpmで20分間遠心し、上清を取り除く。
3. 70 % EtOHを600 uL加え、4 ℃、15,000 rpmで5分間遠心する。上清を取り除き、乾燥させる。
4. 20~50 uLのTEに溶解する。
5. 吸光度を測定、アガロースゲル電気泳動等を行った後、-20℃で保存する。
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